Abstrakt
Badano wpływ rodzaju i stężenia węglowodanów na wzrost i rozkrzewianie pędów powojnika całolistnego (Clematis integrifolia L.). Pędy wykorzystane w doświadczeniu pozyskiwano z ustabilizowanych kultur in vitro prowadzonych na zestalonej pożywce MS. Eksplantaty wykładano na pożywkę podstawową MS uzupełnioną 2 mg 2iP·dm–3 oraz 0,5 mg IAA·dm–3. Celem doświadczenia było zbadanie wpływu węglowodanów: sacharozy, fruktozy i galaktozy w stężeniach: 0, 10, 20, 30 i 40 g·dm–3 na wzrost i rozkrzewianie eksplantatów powojnika całolistnego. Na podstawie otrzymanych wyników stwierdzono, że węglowodany zastosowane w doświadczeniu wpłynęły na wzrost pędu głównego oraz rozkrzewianie powojnika całolistnego. Na wzrost pędu głównego najbardziej korzystny wpływ miała fruktoza w stężeniu 10 mg·dm–3. Rozkrzewianie pędu głównego w największym stopniu stymulowała sacharoza w stężeniu 30 mg·dm–3, w której obecności najwięcej pędów tworzyło pędy kątowe. W obecności tego węglowodanu powstawało najwięcej pędów kątowych, o największej długości i masie. Galaktoza we wszystkich użytych w doświadczeniu stężeniach wyraźnie hamowała wzrost i rozkrzewianie pędów powojnika całolistnego w kulturze in vitro.
Bibliografia
Amutha S., Ganapathi A., Muruganantham M. 2003. In vitro organogenesis and plant formation in Vigna radiata (L.) Wilczek. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 72, 203–207.
Biahoua A., Bonneau L., 1999. Control of in vitro somatic embryogenesis of the spindle tree (Euonymus europaeus L.) by the sugar type and the osmotic potential of the culture medium. Plant Cell Rep. 19, 185–190.
Borkowska B., Szczerba J. 1991. Influence of different carbon sources on invertase-activity and growth of sour cherry (Prunus cerasus L.) shoot cultures. J. Exp. Bot. 42, 911–915.
Debnath S.C. 2005. Effects of carbon source and concentration on development of Lingoberry
(Vaccinium vitis-idaea L.) shoots cultivated in vitro from nodal explants. In Vitro Cell. Dev. Biol.– Plant 41, 145–150.
Enrico R.J., Ramirez S.S., Mroginski L.A., Wall L.G. 2005. In vitro plant regeneration of Alnus acuminata H.B.K. ssp. acuminata and its root nodulation by Frankia. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 80, 343–346.
Erwin J.E., Schwarze D., Donahue R. 1997. Factors affecting propagation of Clematis by stem cuttings. HortTechnology 7, 4, 408–410.
Fuentes S.R.L., Calheiros M.B.P., Manetti-Filho J., Vieira L.G.E. 2000. The effects of silver nitrate and different carbohydrate sources on somatic embryogenesis in Coffea canephora. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 60, 5–13.
Guan-Kai Y., Li-Zhi J., Li-Jing X., Kuan-Jian, Guan-K.Y., Li Z.J., Kuang J. 2002. A preliminary study on the introduction and cultivation of Clematis. Acta Botanica Yunnanica, 24, 3, 392–396.
Hlebionek G. 1994. Rozmnażanie powojnika górskiego (Clematis montanta ‘Rubens’) za pomocą sadzonek pędowych. Materiały z ogólnopolskiej konferencji „Postęp w rozmnażaniu roślin ozdobnych”. Kraków, 16–17 września 1994, AR im. Hugona Kołłątaja, 77–81.
Kreen S., Svensson M., Rumpunen K. 2002. Rooting of Clematis microshoots and stem cuttings in different substrates. Sci. Hort. 96, 131–357.
Luttman R., Florek F., Preil W. 1994. Silicone-tubing aerated bioreactors for somatic embryo production. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 39, 157–170.
Lu M-C. 2002. Micropropagation of Morus latifolia Poilet using axillary buds from mature trees. Sci. Hort. 96, 329–341.
Mandegaran Z., Sieber V. K. 2000. Somatic embryogenesis in Clematis integrifolia × C. viticella. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 62, 163–165.
Matthews V. 2002. The International Clematis Register and Checklist. The R.H.S. London, 129.
Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant. 15, 473–497.
Nowak B., Miczyński K., Hudy L. 2004. Sugar uptake and utilisation during adventitious bud differentiation on in vitro leaf explants of ‘Węgierka Zwykła’ plum (Prunus domestica). Plant Cell Tiss. Org. Cult. 76, 255–260.
Petersen K.K., Hansen J., Krogstrup P. 1999. Significance of different carbon sources and sterilization methods on callus induction and plant regeneration of Miscanthus × ogiformis Honda ‘Giganteus’. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 58,189–197.
Pritchard J., Wyn-Jones R.G., Tomos A.D. 1991. Turgor, growth and rheological gradients in wheat roots following osmotic stress. J. Exp. Bot. 42, 1043–1049.
Taber R.P., Zhang C., Hu W.S. 1998. Kinetics of Douglas-fir (Pseudotsuga menziesii) somatic embryo development. Can. J. Bot. 76, 863–871.
Wnuk K. 2006. Rozmnażanie tibuchiny wykwintnej (Tibouchina urvilleana/DC./Cogn) in vitro. Praca doktorska, Akademia Rolnicza w Lublinie.
Downloads
Download data is not yet available.
